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Octubre 2020 | Nutrición

¿Pueden las citoquininas de síntesis ayudar a mejorar la producción en paltos?

Las citoquininas han permitido mejorar la producción frutícola por varias vías, entre otras: generan mayor número de flores por planta (inducción floral), mejoran calidad de flor (diferenciación floral), mejoran cuaja (fortalecer óvulos y embriones) y aumentan tamaño de fruto (mayor número de células en la pulpa). Pero así mismo mejoran tolerancia a estrés, sobre todo de tipo abiótico (salino, hídrico o exceso de temperaturas) y facilitan la síntesis de aminoácido por la vía del nitrógeno, tanto a nivel radical como foliar.

Ing. Agr. Dr. Thomas Fichet e Ing. Agr. Ms. Sc. Víctor Beyá-Marshall

Dpto. Producción Agrícola. Facultad Ciencias Agronómicas – Universidad de Chile

La rentabilidad del cultivo del palto y sobretodo, de la variedad Hass, ha llevado a la utilización de algunas tecnologías de alto valor, que en otros cultivos no se pagan. Entre estas herramientas se puede mencionar el uso de los reguladores de crecimiento o fitorreguladores. Estas son sustancias con efecto fitohormonal, sean de origen de síntesis o natural. Básicamente, con estos productos se ha buscado aumentar la producción, tanto en número como kilos de frutos por árbol. Para ello se han utilizado, principalmente, inhibidores de giberelinas -de la familia de los triazoles- como paclobutrazol o uniconazol. Lamentablemente, en ciertas ocasiones el desconocimiento de la forma de actuar de estas sustancias ha llevado a usos errados, con consecuencias poco favorables para el cultivo. Con esta aseveración en ningún caso queremos decir que no se recomiendan, pero, en ciertas oportunidades, se han utilizado sin tomar en cuenta factores importantes, que han influido sobre su efectividad en el objetivo buscado. Entre estos factores se puede mencionar: estado nutricional de la planta o vigor (por ejemplo: el nitrógeno es aliado de las giberelinas endógenas, provocando una disminución o incluso inhibiendo la efectividad del fitorregulador), carga frutal al momento de inhibir el crecimiento vegetativo, temperatura ambiente que influye en la síntesis de las giberelinas endógenas (tanto de día como de noche), grado de estrés abiótico como biótico al cual está sometida la planta, entre otros.

En la actualidad, se están ampliando los usos agronómicos de otros tipos de fitorreguladores, con grandes posibilidades en la agricultura y en particular, en frutales. En este articulo nos centraremos en las citoquininas, fitoreguladores que han permitido mejorar la producción frutícola por varias vías, entre las que podemos mencionar: generan mayor número de flores por planta (inducción floral), mejoran calidad de flor (diferenciación floral), mejoran cuaja (fortalecer óvulos y embriones) y aumentan tamaño de fruto (mayor número de células en la pulpa). Pero también, mejoran tolerancia a estrés, sobretodo de tipo abiótico (salino, hídrico o exceso de temperaturas) o facilitan la síntesis de aminoácido por la vía del nitrógeno, tanto a nivel radical como foliar.

BREVE HISTORIA DE LAS CITOQUININAS NATURALES Y DE SINTESIS

Originalmente las citoquininas fueron descubiertas como promotoras de la división celular. La primera citoquinina conocida, descubierta en la década de los 50’, fue la kinetina o quinetina, la que se logró obtener del autoclavado de DNA de esperma de arenque. Al mismo tiempo, se descubrió que el uso de esta citoquinina junto a una auxina, el IAA o AIA (ácido indol-3-acético), en cultivos de tejidos y dependiendo de las concentraciones utilizadas, promovían el desarrollo de callos (masas de células vegetales no diferenciadas) estimulando la formación de brotes y raíces. En base a estos resultados se revela que las citoquininas promueven la organogénesis de brotes, inhibiendo la organogénesis de raíces y promoviendo la división celular. Por el contrario, las auxinas promueven el desarrollo de raíces, pero inhiben la formación de brotes. De ahí su uso combinado para generar una planta desde un “explante” (tejido vivo separado de su órgano propio y transferido a un medio artificial de crecimiento) en el cultivo de tejidos.

Figura 1. Diferentes estructuras de citoquininas con actividad fisiológicas en plantas, naturales o de síntesis. Citoquininas isoprenoides (1 y 2), citoquininas aromáticas (3, 4 y 5) y citoquininas derivadas de fenilurea (6 y 7).

Recién en 1963 se logra aislar, de granos de maíz (Zea mays), la primera citoquinina endógena de plantas y se decide llamarla zeatina. En las décadas que siguieron se fueron descubriendo las rutas metabólicas de las citoquininas en plantas. Es así como, entre 1999 y 2001, se publican una serie de trabajos sobre la identificación de los genes implicados en la biosíntesis de las citoquininas, los que señalan que el gen más importante en la ruta de esta fitohormona es el que codifica para la enzima isopentenil transferasa (IPT), paso clave en la síntesis endógena de citoquininas, tanto en plantas como en bacterias (organismos que también producen endógenamente estas fitohormonas). Al mismo tiempo, se descubre que su síntesis ocurre en toda la planta y sobretodo en órganos en activos desarrollo (flores, frutos, yemas, brotes, etc.). A la fecha, existen tres categorías de citoquininas activas (Figura 1).

a) Las citoquininas propias de la planta, que se conocen como citoquininas isoprenoides por tener una cadena lateral isoprenoide unida a una base nitrogenada (adenina o 6-aminopurina), en el nitrógeno en posición 6 del anillo (N6). En este grupo está la isopenteniladenina (iP) y las vinculadas con zeatina: trans-zeatina (tZ), cis-zeatina (cZ) y dihidrozeatina (DZ).

b) Las citoquininas aromáticas, en las que se une al anillo adenina un grupo aromático en N6, y no una cadena lateral isoprenoides (Figura 1). Algunas de ellas, también se encuentran en determinadas plantas como benciladenina (BA, BAP o 6BA) y meta-topolin (mT). A este grupo también pertenece la primera citoquinina descubierta por la ciencia, la kinetina.

c) Finalmente, las citoquininas de síntesis, entre ellas, algunas derivadas de fenilurea como tidiazurón (TDZ) o forclorfenurón (CPPU). Estas formas no son propias de la planta. No poseen un anillo adenina o 6-aminopurina en su estructura (Figura 1).

Todas estas formas tienen actividad citoquinínica y se acoplan a su respectivo receptor, que es específico de citoquininas activas. Al día de hoy se conocen 4 receptores de citoquininas que están en las membranas, tanto de la célula como dentro de la célula, en el retículo endoplasmático y en los diferentes órganos de la planta. Estos receptores son proteínas quinasas -que acoplándose con citoquininas activas- provocan la activación de genes en el núcleo de la célula, los que responden a esa señal citoquinínica, activando diversas funciones.

Es por ello que esta clase de fitohormonas juegan un papel fundamental en el desarrollo de las plantas. Entre estas funciones se puede mencionar: floración, brotación lateral, desarrollo de fruto, síntesis de aminoácidos, tolerancia a estrés -tanto de tipo biótico como abiótico-, apertura estomática, germinación de semillas, entre muchos mas. En la década del 70’, la aplicación exógena de citoquininas en condiciones de campo tuvo como finalidad aumentar la producción en cultivos extensivos (trigo, cebada, arroz, maíz y soya). Este articulo tiene como objetivo, dar a conocer los momentos en los cuales se podrían usar las citoquininas en el cultivo del palto y los fines que se persiguen con dichas aplicaciones.

USOS DE LAS CITOQUININAS EN PALTOS: MEJORAR INDUCCIÓN Y DIFERENCIACIÓN FLORAL

Muchos trabajos científicos y en varias especies, tanto hortícolas (tomate, pepino, etc.) como frutícolas (vides, manzano, etc.), señalan que las citoquininas cumplen un papel fundamental en el proceso de inducción y diferenciación floral. Donde la formación del meristemo apical floral es promovido por citoquininas. Para efectos prácticos, el proceso de inducción floral en palto no es fácil de determinar en terreno. Para la zona central de Chile ocurre entre los meses de enero y marzo, en brotes de primavera que han detenido su crecimiento. Sin embargo, es posible ver brotes del crecimiento de otoño que detienen su crecimiento en invierno, se inducen y originan una panícula floral a la primavera siguiente, al igual que brotes provenientes de la primavera anterior. Ello se aprecia sobre todo en los años que los paltos tienen muy poca fruta.

Figura 2. Corte transversal de una yema apical de palto, proveniente de un brote que ha detenido su crecimiento y que podría estar en el inicio del proceso de diferenciación floral (formación de primordios florales).

Estas observaciones indican que pueden transcurrir solo 2 a 3 meses entre la inducción y la diferenciación floral en esta especie. Esto pasos iniciales, entre la inducción floral y la diferenciación floral en palto, pueden ser favorecidos por citoquininas (Figura 2). Sin embargo, otra serie de factores pueden revertirlo, dejando finalmente a las yemas terminales como vegetativas y no reproductivas (Figura 2). Entre estos factores con efecto negativo en la inducción e inicio de la diferenciación floral, están: alta carga frutal (número de frutos por árbol), exceso de nitrógeno (alto vigor y además el N induce giberelinas endógenas) y falta de luz (inducción de la síntesis de giberelinas). Bajo la presencia de estos dos últimos factores, inductores de la producción de giberelinas endógenas, puede ser pertinente el uso de inhibidores de la síntesis de giberelinas, si así lo amerita el caso, para favorecer la floración.

Este proceso es promovido por las citoquininas (CK). Sin embargo, en este estado, el inicio de la diferenciación floral es reversible y esta yema apical puede volver a ser un meristemo vegetativo y no reproductivo.

Figura 3. Corte transversal de una yema apical y yemas laterales de palto hinchadas, en las que se ha iniciado la formación de las inflorescencias. La yema apical puede por si sola originar desde 200 a más de 800 flores.

Para el caso de la zona central de Chile, el proceso de formación de las yemas florales (hinchazón de las yemas apicales) comienza a finales de julio y/o en el mes de agosto, junto con la caída de hojas, la cual será mas intensa mientras mayor sea el número de yemas florales que se produzcan, ese año, por árbol. Estos signos -hinchazón de yemas y caída de hojas- son inequívocos de que el proceso de formación de flores en las yemas de palto está en pleno proceso y a partir de aquí, esta fase ya no es reversible. Al momento que la yema inicia su engrosamiento comienza la formación de un gran número de flores en su interior, proceso de fuerte división celular que implica la formación de pedúnculo, sépalos, pétalos, anteras, pistilo y finalmente ovario junto al óvulo, en cada una de las más de 800 flores que pueden existir por yema (Figura 3). Por lo tanto, este es un momento muy propicio para la aplicación de citoquininas, para favorecer la formación de flores y que estas sean de buena calidad, sobre todo respecto del desarrollo, tanto del ovario como del óvulo. Trabajos publicados en genómica demuestran que el número de óvulos viables en un ovario, es dependiente de los contenidos iniciales de citoquininas (Cucinotta et al., 2018). En esta ocasión nos centraremos en 2 posibles usos.

MEJORAR CUAJADO Y CRECIMIENTO DE FRUTO

Desde la formación de las yemas florales hasta pasada la caída fisiológica de postcuaja existe un fuerte proceso de división celular, dada la gran cantidad de órganos que se están desarrollando en los brotes. Estos eventos requieren de una gran cantidad de energía, la que proviene de la fotosíntesis de las hojas (hidratos de carbono). Es durante esta etapa que las citoquininas tienen una función muy importante para asegurar una buena producción, tanto al favorecer una mayor calidad de flor (buen desarrollo del ovario y óvulo), como asegurar -inicialmente- una mayor división celular del fruto. Es más, en la actualidad, un gran número de trabajos realizados en citoquininas consideran que juegan un papel primordial en la estimulación de la división celular, durante las primeras etapas de desarrollo de los frutos.

Cabe recordar que un fruto es más grande no por tener mayor tamaño de células, sino por tener mayor número de células en la pulpa. De ahí la necesidad de realizar aplicaciones foliares de citoquininas en botón floral (mejorar calidad del ovario y del óvulo) y repetir en fruto cuajado, para aumentar demanda de hidratos de carbono provenientes de la fotosíntesis de las hojas y además inducir una mayor división celular inicial del fruto. Asimismo, las primeras 12 semanas postcuaja los frutos de palto tienen una alta tasa respiratoria, lo que genera aun más demanda de hidratos de carbono.

Figura 4. Fotografía de la izquierda, estado yema hinchada y, a la derecha, estado de fruto cuajado (tamaño de fruto similar a una “cabeza de alfiler”).

Trabajos realizados por investigadores italianos en genómica de frutos de kiwi, recientemente publicados, demuestran que los frutos con mayor tamaño a cosecha son aquellos que tuvieron los niveles más alto de citoquininas, principalmente en las etapas iniciales de su crecimiento (Cardozza et al., 2020).

Para determinar la efectividad de las citoquininas en palto decidimos evaluar la doble aplicación de diferentes concentraciones de forclorfenurón (CPPU). La primera aplicación fue en yema hinchada (10 de septiembre de 2009) y posteriormente se repitió la misma concentración en fruto cuajado (22 de octubre de 2009), cuando ya eran visible 1 a 2 frutos cabeza de alfiler por panícula floral (Figura 4). Estos momentos fisiológicos de aplicación ya lo habíamos validados en olivos con otra citoquinina, la benciladenina (BA), y la doble aplicación generó mejor respuesta en cuaja y tamaño de fruto que una aplicación por si sola en botón floral o en cuaja.

Cuadro 1. Porcentaje de frutos retenidos en palto “Hass” de 5 años, tratados con diferentes concentraciones de CPPU, en estado de yema floral y posteriormente repitiendo la misma concentración, en fruto cuajado. Los datos son la media de 4 panículas por árbol y 5 arboles por tratamiento.

En el Cuadro 1, se muestran los efectos que tuvieron estas dobles aplicaciones sobre la cuaja y posterior retención de frutos en palto. Entre la primera y segunda aplicación paso un tiempo, aproximado, de 40 días.

En el Cuadro 1, se puede observar, que a medida que aumentó la concentración aplicada hubo una mayor retención de fruta, siendo significativas las concentraciones de 5 y 7,5 mg/L CPPU, las que generaron una retención mayor a cosecha, de 8 frutos por cada 1.000 flores iniciales. En cambio, la concentración más baja indujo una retención similar a los paltos testigos de casi 2 frutos por 1.000 flores. Este último valor, es lo esperable en forma normal en palto, fluctuando entre 1 y 2 frutos por 1.000 flores.

Cuadro 2. Número de frutos y kilos por árbol y porcentaje de aceite en pulpa a cosecha, en paltos var. Hass de 5 años, tratados con diferentes concentraciones de CPPU, en estado de yema floral y posteriormente repitiendo la misma concentración, en fruto cuajado. Los datos son la media 5 arboles por tratamiento.

La cosecha se realizó el 18 de octubre de 2010 y los datos, tanto del número promedio de frutos y kg por árbol como el porcentaje de aceite, se presentan en el Cuadro 2.

Finalmente, la mayor cuaja (Cuadro 1) se reflejó en una mayor carga frutal (número de frutos por planta) y, con ello, más kilos de fruta por árbol a cosecha. Se hizo la distribución de calibres por árbol y no hubo diferencias entre tratamiento, lo que indica que la mayor carga frutal no indujo un menor tamaño de frutos, como tampoco un retraso en la acumulación de aceite en la fruta (Cuadro 2).

Figura 5. Forma de actuar de las citoquininas al favorecer la demanda de hidratos de carbono por parte del embrión en desarrollo (semilla). Las citoquininas promueven la activación de enzimas vinculadas con el corte de manoheptulosa y perseitol a monosacáridos, los que son utilizados como fuente de energía para los procesos de crecimiento y desarrollo de la palta, tanto del embrión como del resto del fruto.

Otro aspecto interesante a resaltar de las citoquininas al momento de aplicarlas en frutitos en crecimiento, es que no solamente promueven la división celular, si no que también tienen la capacidad de aumentar la demanda de hidratos de carbono por parte del fruto, al promover la actividad de enzimas vinculadas con la hidrólisis de azucares como perseitol y manoheptulosa -compuestos de 7 carbono que son producto de la fotosíntesis en las hojas del palto- a monosacáridos, los que son usados por las células del fruto como fuente de energía (Figura 5). Esto se traduce en un aumento en la capacidad sumidero de este órgano, como se ha demostrado en frutos de melón tratados con forclorfenurón (Li et al., 2011).

Cabe señalar que en nuestra experiencia una concentración muy alta (dependiendo de la citoquinina utilizada) puede generar el efecto contrario, es decir, ralear frutos. Por ello es importante realizar estudios de validación que permitan determinar la correcta concentración para el momento de aplicación indicado, especialmente entre floración y cuaja.

DISMINUIR SENESCENCIA DE HOJAS Y MEJORAR CUAJADO EN RAMAS CON INCISIÓN DE CORTEZA O ANILLADAS

Primero haremos una breve reseña de lo que es el anillado, sus implicancias fisiológicas y los objetivos buscados con esta práctica, cuyos orígenes en frutales se remontan al siglo XIX. Esta técnica consiste en una interrupción completa del movimiento floemático, es decir, desde la parte área hacia la parte radical. El verdadero anillado se realiza con un cuchillo anillador (Figura 6) y consiste en remover una lonja completa de la corteza alrededor de todo el tronco, generalmente de 4 a 6 mm de espesor, a unos 30 a 45 cm desde el suelo y antes del comienzo de las ramas madres del árbol o en ramas individuales (que parten desde la base del tronco central).

Figura 6. Diferentes tipos de anillados en palto y sus anchos respectivos según la herramienta utilizada.

La interrupción de la savia hacia la raíz, dependiendo el grosor del corte, la temperatura ambiente y la actividad metabólica de la planta, puede durar entre 3 y 8 semanas. Esta cicatrización se debe a que el floema está constituido por células vivas y estas pueden generar un nuevo tejido conductivo en la zona dañada. Sin embargo, algunos frutales (dependiendo del ancho del corte) pueden no tener la capacidad de promover rápidamente la cicatrización de la zona anillada, un ejemplo son los cítricos. En este último caso, los bordes del corte pueden no volverse a unir (anillado de 2 a 3 mm) dado el ancho de la herida, lo que muchas veces tiene consecuencias fatales para el árbol. En estos casos basta con hacer un corte simple de 1 mm y con ello se obtienen buenos resultados.

La interrupción momentánea de la savia elaborada permite dejar una mayor disponibilidad de hidratos de carbono en la parte superior del árbol, los que serán utilizados en diferentes procesos fisiológicos. Entre los procesos que se ven favorecidos en paltos por esta mayor disponibilidad de hidratos de carbono y según la época del año en que se realice el anillado, están: mejorar inducción floral y diferenciación floral, aumento de la fructificación (mayor número de frutos por árbol al mejorar cuaja y/o retención de frutitos), mayor tamaño de fruto y adelanto en la maduración. Todos estos procesos fisiológicos son fuertemente dependientes de la materia prima de las plantas, es decir, los hidratos de carbono. Por lo tanto, su efectividad está directamente vinculada con la calidad de las hojas presentes al momento de intervenir el flujo de savia. Por ello, a la hora de realizar esta técnica, se debe considerar el estado de la planta, dado que la interrupción de productos de la fotosíntesis hacia las raíces provoca que éstas últimas dejen de crecer por falta de suministros.

En árboles poco vigorosos o debilitados por diferentes circunstancias (plagas, enfermedades, exceso de carga frutal, carencias nutricionales, hipoxia a nivel de las raíces, etc.), no es recomendable realizar esta técnica, dado que es debilitante para la planta. Actualmente, y en muchas especies frutales que se encuentren con crecimiento equilibrado, lo que se realiza es una incisión de corteza. Esto consiste en un corte con un cuchillo bien afilado, alrededor de todo el tronco y a la misma altura que se hace un anillado. La diferencia radica en que esta herida es más fácil de cicatrizar al no ser tan invasiva y en una planta bien nutrida y sana, tiene el mismo efecto que el anillado, según el objetivo buscado. Además, su cicatrización es más rápida y así el periodo de interrupción de hidratos de carbono a la raíz es más corto que el anillado. Tanto para un anillado, como para una incisión de corteza (Figura 6), el corte debe ser sólo del floema (células vivas) y no debe involucrar la parte más dura y blanca, es decir, el xilema (células muertas). Si existen antecedentes de la presencia de hongos de la madera en la zona donde está la plantación de paltos, los cortes deben ser recubiertos con alguna pasta antifúngica.

Figura 7. Palto de 3 años. En la fotografía de la izquierda: A la rama de la izquierda se le realizó una incisión de corteza en el mes de abril y en el mes de julio (momento de la fotografía) ya presenta un grado avanzado de senescencia de sus hojas, previo a la floración. La rama de la derecha no fue intervenida, presentado sus hojas un estado saludable, el cual se manifiesta por su color verde. En la fotografía de la derecha, se puede ver, en agosto, como se ha generado la defoliación temprana de una rama anillada para inducción floral, aun estando recién las yemas en estado de “coliflor”.

En la actualidad, en muchas zonas productoras de palta, se está masificando el uso de anillado o la incisión de corteza como herramientas para inducir una mayor floración. En el caso de Chile se realiza entre los meses de abril y mayo, meses en los cuales ocurre la inducción floral, pero también comienza la diferenciación floral según las temperaturas ambientales. Sin embargo, en muchos casos, el efecto sobre la floración es muy fuerte, ya que genera una abundante floración a la primavera siguiente. Ello conlleva una alta producción de fruta, provocando un desgaste muy alto para el árbol, lo que finalmente induce un efecto detrimental sobre la producción del año siguiente, agravando aún más el añerismo o producción alternante. De ahí que se ha optado por anillar solo una rama por árbol en la temporada para mejorar la inducción y diferenciación floral de la misma. Además, se realiza una incisión de corteza y no anillado, generando menor estrés para la planta. Sin embargo, en la rama que se realiza la interrupción momentánea del floema se produce de todas formas una fuerte floración, lo que induce una senescencia anticipada de las hojas y finalmente gran parte de ellas absciden (Figura 7), afectando con ello la cuaja de las panículas florales de esa rama por menor disponibilidad de hidratos de carbono.

Para evitar o disminuir las caídas de hojas, inducidas por la incisión de corteza, decidimos probar el uso de citoquininas foliares, previo al inicio de la abscisión de hojas. Los primeros trabajos que demuestran que las citoquininas tienen la capacidad de bloquear la senescencia se remontan a 1995, en plantas de tabaco. Posterior a esa fecha, una serie de investigaciones han demostrado como las citoquininas logran inhibir parte de los procesos de senescencia en hojas, flores y frutos, los que se señalan a continuación.

  1. Mantener la integridad de las membranas previniendo la oxidación de ácidos grasos insaturados, disminuyendo o inhibiendo la formación de radicales libres como (O2) y (OH).
  2. Aumentar o mantener estable los contenidos de clorofila.
  3. Mantener la tasa fotosintética.
  4. Incrementar la presencia de enzimas antioxidantes como son superóxido dismutasa y peroxidasas.
  5. Incrementan los niveles de prolina, aminoácido muy vinculado con tolerancias a estreses de tipo abiótico (salino, frio e hídrico).

Para evaluar el uso de citoquininas como inhibidoras del estrés por exceso de floración, se realizaron incisiones de corteza el 16 de abril de 2018 en 15 paltos adultos, en una rama por árbol. Se sabía, por antecedentes previos del predio, que la senescencia de las hojas de los árboles intervenidos con esta técnica comenzaba desde mediado de agosto en adelante. Por lo tanto, previo a la amarillez y caída de hojas se realizaron tres tratamientos (5 paltos cada uno) con aplicaciones de benciladenina (BA) foliar, en tres concentraciones distintas: 0; 150 y 250 mg/L, el 25 de agosto de 2018 (2 meses antes de la floración). Estas concentraciones se obtuvieron de ensayos previos y sabiendo que no producían toxicidad en esas fechas de aplicación (invierno).

Figura 8. Ramas de palto (recuadro amarillo) a las cuales se les realizó una incisión de corteza en el mes de abril y en el mes de agosto fueron pulverizadas con diferentes concentraciones de benciladenina (0; 150 y 250 mg/L). La rama de la planta testigo (0 mg/L), presenta un grado avanzado de la senescencia de sus hojas. Fotografía tomada el 20 de octubre de 2018.

Siempre es importante que al momento de evaluar un regulador de crecimiento se haga un barrido de concentraciones y momentos de aplicación, para así poder determinar cual es la concentración adecuada para el fin buscado y evaluar posibles toxicidades. En el caso del uso de citoquininas para bloquear la senescencia de algún órgano de la planta, estas deben ser aplicadas antes de que comience el proceso. Dado que las citoquininas juegan un papel preventivo, pero no curativo. Ello quiere decir que cuando el proceso de amarillez o caída de hojas comienza, las citoquininas no son capaces de revertirlo. En la Figura 8 se puede observa el estado de las ramas el 20 de octubre de 2018, a las cuales se les realizaron incisión de corteza en abril de 2018 y posterior aplicación de benciladenina en diferentes concentraciones en agosto de 2018.

Figura 9. Niveles de clorofila, en el mes de octubre, en las hojas de la base de las panículas florales de ramas de palto, a las cuales se les realizó una incisión de corteza en el mes de abril y en el mes de agosto, se les pulverizaron diferentes concentraciones de benciladenina (0; 150 y 250 mg/L). Media de 5 árboles por tratamiento. Letras diferentes entre tratamientos indican diferencias significativas según prueba de LSD de Fisher (95% de confianza).

En la misma fecha que se tomó la fotografía se hizo un análisis de clorofila total en las hojas cercanas a las panículas florales (Figura 9). En la gráfica se aprecia que ambos tratamientos con citoquinina de síntesis logran aumentar significativamente los niveles de clorofila en hojas, pero sin diferenciarse entre ellos. Esto resultados dejan en evidencia que las citoquininas tienen la capacidad de bloquear la degradación de la clorofila, producto de un estrés inducido por un exceso de floración.

Figura 10. Número de frutos a cosecha (agosto 2019) en ramas de palto a las cuales se les realizó una incisión de corteza en el mes de abril (2018) y en el mes de agosto (2018), se les pulverizaron diferentes concentraciones de benciladenina (0; 150 y 250 mg/L). Media de 5 arboles por tratamiento. Letras diferentes entre tratamientos, indican diferencias significativas según prueba de LSD de Fisher (95% de confianza).

Finalmente, en agosto de 2019, se cosecharon las ramas tratadas. Los resultados indicaron que el mejor comportamiento lo tuvieron las ramas pulverizadas con 150 mg/L de BA (Figura 10). Por el contrario, la concentración de 250 mg/L pudo tener un efecto inhibitorio o de raleo, generando un menor número de frutos por rama, pero, aun así, superior a las ramas testigo. Este aumento en el número de frutos no se debe solamente al efecto de una mejor tasa fotosintéticas de las hojas, sino que también al efecto de las citoquininas al favorecer el proceso de diferenciación floral, el que ocurre entre los meses de agosto e inicio de septiembre. Además, aún es invierno y no siempre están dadas las condiciones medioambientales para que este proceso sea lo mas exitoso posible. Como se demostró en cultivo de pepinos de invierno, donde aplicaciones de otra citoquinina de síntesis (CPPU) en preantesis inducen, en forma significativa, un mejor desarrollo de los frutos en condiciones sub-optimas, como son bajas temperaturas y luz (Qian et al., 2018).

En ensayos realizados esta última temporada hemos podido confirmar cómo, en un huerto equilibrado, una doble aplicación de citoquinina en estado de coliflor o yema hinchada (Figura 4) y posteriormente en panícula expuesta, permite en ramas anilladas (en el periodo de inducción), mejorar la retención de fruta a cosecha, aumentando la carga frutal, sin afectar significativamente el calibre, al compararlo con la rama anillada sin tratar. Los tratamientos con 150 mg/L de BA, en ramas con incisión de corteza incrementaron entre un 63 y 70% el número de frutos retenidos, que en ramas solo con incisión de corteza.

Figura 11. Palto con frutos y flores al mismo tiempo.

Por lo tanto, las citoquininas pueden ser utilizadas para mejorar la diferenciación floral y formación de las yemas florales, favoreciendo una mejor calidad de flor, pero también apoyando la cuaja y crecimiento inicial de frutos por la vía de aumentar la división celular. Al mismo tiempo, las citoquininas son las hormonas vegetales más vinculadas con tolerancia a estrés, por lo que su uso como reguladores de crecimiento permite mejorar contenidos de clorofila y fotosíntesis, disminuir procesos oxidativos en las células y, con ello, disminuir el grado de estrés, factores que afectan negativamente el potencial productivo del palto.  Sin embargo, queremos aclarar que estos reguladores de crecimiento no deben ser aplicados cuando hay fruta en el árbol, que está pronto a ser cosechada, por posibles residuos en la fruta (Figura 11).

Bibliografía citada

Cucinotta, M., Manrique, S., Cuesta, C., Benkova, E., Novak, O. and Colombo, L. 2018. CUP-SHAPED COTYLEDON1 (CUC1) and CUC2 regulate cytokinin homeostasis to determine ovule number in Arabidopsis. Journal of Experimental Botany, 69, (21): 5169–5176.

Qian, C., Ren, N., Wang, J., Xu, Q., Chen, X., Xiaohua Qi, X., Effects of exogenous application of CPPU, NAA and GA4+7 on parthenocarpy and fruit quality in cucumber (Cucumis sativus L.).  Food Chemistry, 243: 410–413.

Li, X. Kobayashib, F., Ikeurac, H. Hayatac, Y. 2011. Chlorophenoxyacetic acid and chloropyridylphenylurea accelerate translocation of photoassimilates to parthenocarpic and seeded fruits of muskmelon (Cucumis melo). Journal of Plant Physiology, 168: 920–926.

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